GÉNOME - Génome plastidial

GÉNOME - Génome plastidial

Une plante verte contient trois types d’organites, le noyau, les mitochondries et les plastes qui répliquent, transcrivent et expriment leur information génétique de manière coordonnée.

L’existence d’une hérédité extranucléaire liée à un organite a été postulée par les études génétiques du panachage des plantes (Baur et Correns, 1909), en liaison avec la topologie des chloroplastes verts de leurs feuilles. L’analyse génétique de la distribution de caractères plastidiaux dans la descendance de plantes supérieures a montré ensuite leur répartition non mendélienne, ce qui amena les notions d’hérédité maternelle et d’hérédité cytoplasmique.

Dans le cas des mitochondries, l’étude génétique entreprise dès 1946 par Boris Ephrussi devait montrer chez une cellule végétale, celle de la levure, l’existence de caractères liés au génome mitochondrial.

1. Structure de l’ADN plastidial

Démontrée pour la première fois par Ris et Plaut (1962) chez une algue unicellulaire (Chlamydomonas ), la présence de l’ADN a été retrouvée dans des structures plastidiales variées comme des espèces végétales les plus diverses: proplaste, étioplaste, chromoplaste, leucoplaste et chloroplaste. Les analyses microscopiques, optique et électronique, montrent que les fibrilles d’ADN sont localisées dans plusieurs régions plastidiales, les nucléoïdes (fig. 1).

L’analyse par ultracentrifugation en gradient de densité de chlorure de césium à l’équilibre montre que la valeur de la densité de l’ADN plastidial (ADNcp) est en général différente de celle de l’ADN nucléaire; elle est de l’ordre de 1,697 g/cm³ (soit d G + d C 力 38 p. 100). Des exceptions à cette valeur sont surtout observées chez les algues unicellulaires et semblent refléter une plus grande diversité de l’origine évolutive de ces plantes.

Les bases modifiées , telle la 5-méthylcytosine, ne sont pas détectables dans l’ADN plastidial alors que l’ADN nucléaire des plantes peut en contenir jusqu’à 10 p. 100, ce qui permet donc d’apprécier le degré de pureté d’une préparation. Il existe néanmoins certaines exceptions: l’ADN chloroplastique de Chlamydomonas présente certaines méthylations spécifiques au cours de la gamétogenèse, chez le type parental mt +. Il a été suggéré que ces méthylations représenteraient un mécanisme assurant l’hérédité maternelle chez cet organisme par l’intermédiaire d’un système restriction-modification qui permettrait l’élimination de l’ADN plastidial non méthylé au cours de la fusion des deux chloroplastes parentaux dans le zygote.

Un petit nombre de ribonucléotides (de 12 à 18 suivant les espèces cellulaires) a été identifié dans l’ADN plastidial de plantes supérieures, à l’aide de traitements alcalins et de digestions enzymatiques par des ribonucléases; liés de manière covalente aux désoxyribonucléotides, ils sont retrouvés sur les deux brins. Ils semblent être liés à la réplication de l’ADN; chez la plupart des espèces étudiées, la conformation de l’ADN plastidial est celle d’une macromolécule bicaténaire, circulaire, superenroulée et de taille uniforme dans une espèce donnée. Parmi les molécules circulaires observées en microscopie électronique, il apparaît une proportion variable de dimères unicirculaires et de monomères entrelacées. Les tailles des ADNcp de plantes dicotylédones sont comprises entre 37 et 55 猪m; les ADNcp d’algues sont encore plus diversifiés en taille, allant de 27 猪m chez Codium fragile à 62 猪m chez Chlamydomonas reinhardtii . Par contre, l’ADNcp d’une algue, l’acétabulaire, a été obtenu sous forme d’une population mixte d’ADN linéaires de grandes tailles et de minicercles.

La complexité analytique , ou ploïdie , des organites varie en fonction de l’espèce cellulaire et des conditions de croissance de l’espèce analysée. On peut obtenir des valeurs de 3 molécules (acétabulaire) à 200 molécules (épinard) dans un même chloroplaste. L’ADNcp est arrangé en régions, les nucléoïdes, qui sont localisés dans le stroma mais attachés à un ou plusieurs sites des membranes de thylakoïdes. L’association de protéines à l’ADNcp est nécessaire au maintien d’une structure supramoléculaire; une protéine de type histone a parfois été mise en évidence. Chaque nucléoïde est polyploïde. Chez l’algue unicellulaire géante Acetabularia , la présence de chloroplastes dépourvus de génome, pouvant représenter 50 p. 100 des organites, a été observée à certains stades du développement; il y aurait un décalage trop important entre la réplication de l’ADN et la division des chloroplastes.

Dans la majorité des cas, l’ADN plastidial d’une espèce cellulaire est homogène. Cependant, il a été mis en évidence la coexistence de deux génomes différents dans les chloroplastes de certaines algues, comme des phéophycées (Pylaïella littoralis , Spacelaria sp et Monodus sp) ou des chrysophycées (Ochromonas danica ), et chez une plante supérieure (Medicago sativa ).

2. Cartographie de l’ADN plastidial

L’utilisation d’endonucléases ^{[cf. GÉNIE GÉNÉTIQUE]} et la séparation électrophorétique des fragments de restriction ont permis de mettre en évidence des séquences répétées de l’ADN chloroplastique. Ces régions contiennent les opérons ribosomiques. Chez la plupart des plantes supérieures et chez Chlamydomonas , on trouve deux régions répétées, arrangées en position inverse. De petites séquences répétées ont aussi été mises en évidence dans des régions spécifiques de l’ADN (fig. 2).

La liste des gènes de structures plastidiales actuellement établie inclut, outre les gènes pour les ARN ribosomiques et de transfert, environ dix polypeptides des ribosomes plastidiaux et une quinzaine de protéines du stroma et des thylakoïdes. Cet état est fondé sur l’affirmation que les ARNm plastidiaux ont été transcrits et sont traduits dans l’organite. Aucune preuve directe n’a encore été apportée à l’échange d’ARNm entre les compartiments plastidiaux et cytoplasmiques, bien qu’un flux d’information entre ces compartiments ait été mis en évidence chez plusieurs organismes.

Actuellement, trois molécules d’ADN chloroplastiques ont été entièrement séquencées; ce sont celles du tabac (155844 bp), du riz (134525 bp) et de l’hépatique (121024 bp).

Gènes des ARN ribosomiques chloroplastiques

Les ribosomes 68S des chloroplastes contiennent trois, chez l’euglène, ou quatre, chez des plantes supérieures, molécules différentes d’ARN. La petite sous-unité ribosomique 30S contient l’ARNr 16S, tandis que la grande sous-unité 50S contient les ARNr 23S, 5S, ainsi qu’un ARN 4,5S retrouvé chez les plantes phanérogames. L’hybridation moléculaire de ces ARNr purifiés avec l’ADN plastidial montre que leurs gènes sont très proches les uns des autres et constituent probablement un opéron:

DIR

\

5’ - 16S - espace - 23S/4,5S - 5S - 3’./DIR

L’homologie de séquence entre l’extrémité 3’ de l’ARNr, celle de l’ARNr 28S eucaryote et plusieurs ARN 4,5S ou leurs gènes, suggère que le gène de l’ARNr 23S pourrait être interrompu par un court intron dont l’ARN 4,5S représenterait l’extrémité non rattachée après excision. Certains cistrons ribosomiques 23S sont en effet interrompus par un intron comme par exemple chez Chlamydomonas . Cet intron partage des homologies de séquence avec les introns retrouvés à des positions correspondantes dans le gène de l’ARN de la grande sous-unité mitoribosomique de levure et cytoribosomique de Tetrahymena . De plus, c’est un intron mobile, qui code pour une endonucléase de localisation (homing endonuclease ).

Les opérons d’ADN ribosomique sont au nombre de deux en général par génome plastidial des végétaux supérieurs, situés dans les deux régions répétées inverses. Chez certaines plantes, on ne retrouve qu’un seul opéron, comme chez le pois, par exemple; l’ADN ne présente alors pas de grandes régions répétées. L’ADNcp d’Euglena gracilis suivant la souche analysée présente une grande variabilité dans le nombre de ces opérons ribosomiques; celle-ci suit la variation du nombre de séquences répétées arrangées en tandem sur l’ADN; ce nombre d’opérons peut varier de un par molécule génomique à cinq opérons plus deux cistrons 16S supplémentaires, en passant par trois opérons complets plus un cistron 16S additionnel; cette variabilité proviendrait de recombinaisons génétiques internes, suggérées par la mise en évidence de séquences d’insertions entourant certains cistrons ribosomiques.

Gènes des ARN de transfert

Les ARNt plastidiaux, qui sont différents de ceux du hyaloplasme et de ceux des mitochondries, sont les produits du génome plastidial. La totalité des ARNt nécessaire aux vingt acides aminés du code génétique se trouve dans l’organite; la présence d’ARNt isoaccepteurs de mêmes acides aminés a aussi été décelée.

Certains gènes d’ARNt (spécifique de l’isoleucine et de l’alanine) ont été localisés dans les espaces entre cistrons ribosomiques 23S et 16S des régions répétées de l’ADNcp (plantes supérieures et algues unicellulaires); c’est une situation qui est retrouvée au sein des génomes d’Escherichia coli et de Bacillus subtilis . Des introns plus ou moins longs interrompent ces gènes d’ARNt des plantes supérieures. La plupart des gènes d’ARNt sont cependant situés dans la plus grande des régions uniques de l’ADNcp, avec une répartition non uniforme.

Gènes qui codent pour des polypeptides

Plusieurs gènes de structure ont été localisés dans le génome plastidial de nombreux végétaux, comme par exemple celui de l’épinard qui a été le mieux étudié.

Ces gènes, dont la localisation a été précisée, correspondent à des protéines enzymatiques (grande sous-unité de la ribulose 1,5 biphosphate carboxylase) et à des polypeptides membranaires des thylakoïdes. Chez Chlamydomonas , l’analyse génétique a permis de déterminer un groupe de liaison plastidial dans lequel se trouvent positionnés les gènes de résistance à plusieurs antibiotiques.

Les gènes plastidiaux contiennent des introns, mais certains d’entre eux (gènes psaA de C. reinhardtii et rps12 de tabac) sont aussi éclatés en plusieurs fragments dont les transcrits nécessitent un épissage en trans pour donner un ARNm mature. De même, un chevauchement du cadre de lecture est parfois observé (gène atpB/E).

3. Structure et transcription des gènes plastidiaux

Des séquences «consensus» de promoteurs et de terminaisons de gènes ont été retrouvées dans le génome plastidial des plantes supérieures semblables à celles d’E. coli .

Le gène séquencé de la grande sous-unité de la RubpCase, de maïs ou d’épinard, présente en avant du codon d’initiation la séquence de Shine-Dalgarno GGAGG complémentaire de la région CCUCC de l’extrémité 3’ de l’ARNr 16S; cette structure représente le site d’accrochage du ribosome et de l’ARNm pour l’initiation de la synthèse protéique. Le gène d’une protéine de structure des thylakoïdes, psbA, d’épinard ne contient pas cette séquence consensus promoteur, c’est un gène faiblement traduit en polypeptide dans un système de transcription-traduction couplées d’E. coli . Des événements de modifications post-transcriptionnelles d’ARN (editing ) ont été décrits dans les chloroplastes. Ce sont souvent des conversions de nucléotides C en U. Ces événements permettent, par exemple, la conservation d’une structure protéique fonctionnelle, ou la création d’un codon AUG d’initiation de traduction (gène rp12 de maïs).

Les chloroplastes utilisent le code génétique universel non modifié. De grandes homologies de séquences existent entre les gènes homologues d’ARNr, d’ARNt ou de protéines de structures de génomes différents (chloroplastes, cyanobactéries, eubactéries).

Les gènes des ARN chlororibosomiques sont transcrits en une seule molécule, à l’exception de l’ARNr 5S qui représente une unité transcriptionnelle indépendante. La taille du produit de transcription varie en fonction de la taille de l’unité génomique de l’espèce cellulaire, notamment en fonction de la taille des espaces intergéniques. Aucune information directe n’est disponible sur l’existence de précurseurs des ARNt dont les gènes sont interrompus, ni sur la possibilité d’une transcription polycistronique d’ensemble de gènes regroupés d’ARNt.

La plupart des ARN messagers plastidiaux ne sont pas polyadénylés à leur extrémité terminale 3’ au cours d’un processus posttranscriptionnel. Il existe une faible proportion (moins de 10 p. 100 des ARN) de molécules polyadénylées qui s’hybrident à l’ADN plastidial correspondant, mais leur nature de messager n’a pas encore été démontrée.

Des gènes de structure plastidiaux présentent une conformation de type mosaïque chez certains végétaux; c’est, par exemple, le cas du gène de la grande sous-unité de la RubpCase chez Euglena gracilis . Certains des gènes qui codent pour des polypeptides impliqués dans une même fonction, comme par exemple les sous-unités de l’ATPase plastidiale, sont cotranscrits, et un recouvrement de séquence de quelques nucléotides est observé chez certaines espèces végétales.

Les deux brins de la molécule d’ADNcp sont mis à contribution dans le support de l’information génétique. La régulation de l’expression génique dans les chloroplastes s’effectue soit au moment de la transcription ou au moment de la traduction, en fonction des conditions de croissance, du type cellulaire et du gène à exprimer.

Par exemple, en croissance à l’obscurité, des cellules d’une algue chlorophycée, Chlorogonium elongatum , transcrivent l’ARNm de la grande sous-unité de la RubpCase, mais ce n’est pas le cas des cellules étiolées de pois. Chez le maïs, les chloroplastes de la gaine périvasculaire contiennent l’enzyme fonctionnel RubpCase ainsi que l’ARNm de la grande sous-unité, alors que les chloroplastes du mésophylle ne traduisent ni ne transcrivent l’ARNm de ce polypeptide; cette différence dans la transcription du génome plastidial correspond à une répartition de la fonction de photosynthèse entre deux types de cellules différenciées chez ces espèces végétales à métabolisme photosynthétique dit «en c4». D’autre part, par exemple, le programme transcriptionnel de la transition chloroplaste-chromoplaste est différent de celui de la sénescence du chloroplaste.

Chez quelques végétaux, la traduction in vitro en systèmes acellulaires d’ARNm chloroplastiques a permis de mettre en évidence l’existence de précurseurs polypeptidiques de tailles légèrement supérieures (moins de 2 000 daltons) à celles de protéines retrouvées in organello .

4. Réplication

La quantité d’ADN par organite varie en fonction des conditions de croissance des cellules. Au cours d’un cycle cellulaire, la phase de réplication de l’ADN plastidial est distincte de celle du noyau, et est souvent en harmonie avec le métabolisme de la cellule; la réplication de l’ADNcp s’effectue par exemple principalement dans les cellules foliaires jeunes et en division, plutôt que chez celles en expansion.

La réplication de l’ADN plastidial est semi-conservative. Chez les plantes supérieures, comme le pois et le maïs, cette réplication présente deux points d’initiation situés sur les brins opposés, et peu éloignés l’un de l’autre (7 Kbp); la réplication est bidirectionnelle (fig. 3) avec fusion des deux fourches et présence d’une boucle intermédiaire de réplication de type «Cairns». Chez l’algue unicellulaire Euglena gracilis , les deux brins de l’ADNcp sont répliqués simultanément à partir d’une seule origine de réplication, mais la présence de deux origines très proches ne peut être rejetée.

La réplication de l’ADNcp et la division du chloroplaste ne présentent pas toujours un couplage strict.

5. Régulation de l’expression génique

Les gènes qui déterminent les composants plastidiaux sont dispersés au sein de plusieurs génomes: nucléaire, plastidial et probablement aussi mitochondrial. Le génome nucléaire contient la plus grande partie de ces gènes. La coopération entre ces systèmes génétiques est essentielle au développement harmonieux du chloroplaste. La plupart de ses structures, ou enzymes, multimériques fonctionnelles sont d’origine mixte, nucléaire et plastidiale. Il est généralement accepté que les génomes plastidiaux d’espèces naturelles portent le même nombre et le même type de gènes en dépit de la différence de leurs tailles. D’autre part, l’expression différente des gènes dans les divers tissus d’une même plante, ou en réponse à des stimuli de l’environnement, suggère que les génomes nucléaires pourraient avoir développé des mécanismes différents de contrôle de la réplication plastidiale.

L’arrangement des gènes des ARNr du génome chloroplastique est très similaire à celui observé chez une bactérie, comme E. coli . Dans les chloroplastes, de nombreux éléments du système de synthèse protéique sont semblables à ceux des cellules procaryotes. Les ribosomes chloroplastiques ont une conformation très proche de celle des cyanobactéries. L’initiation de la synthèse protéique utilise la méthionine formylée (ARNt fmet). Les facteurs d’initiation et d’élongation de la traduction plastidiale sont interchangeables avec ceux des bactéries. Les antibiotiques qui agissent sur les cellules procaryotes inhibent les synthèses protéiques chloroplastiques (rifampicine, streptomycine, érythromycine, lincomycine, clindamycine, spectinomycine...) ou la réplication de l’ADN plastidial (acide nalidixique).

De plus, des gènes chloroplastiques de plantes supérieures ont été transcrits et traduits soit in vitro en utilisant un système acellulaire d’extrait d’E. coli , soit in vivo après clonage génique dans un plasmide bactérien. Il faut souligner que certains gènes plastidiaux d’algues unicellulaires (Chlamydomonas et Euglena ) n’ont pas pu être exprimés correctement à l’aide de la machinerie cellulaire d’E. coli . Par contre, des systèmes de traduction in vitro hétérologues, comme les extraits de germes de blé ou de lysat de réticulocytes, permettent l’expression de la plupart des ARNm chloroplastiques.

Ainsi l’origine complexe du génome plastidial est mise en évidence. L’expression de ce génome présente de nombreuses analogies avec celle des cellules procaryotes, mais un grand nombre de déterminants génotypiques de l’organite se retrouvent dans le noyau. L’étude de cyanobactéries endosymbiontes de protozoaires, intégrées de manière permanente dans le métabolisme cellulaire comme le sont les cyanelles de Cyanophora ou de Glaucocystis , pourra peut-être apporter une réponse sur l’origine du génome plastidial.

Encyclopédie Universelle. 2012.